Дмитрий Марфунин
"О подмышечном запахе"
Человеческая подмышечная впадина – уникальная область, которая производит неприятный запах, названный «подмышечным запахом». В подмышечной области расположено множество апокриновых, экзокринных, апоэккринных и сальных желез, которые секретируют различные соединения. Неприятный запах человеческой подмышечной секреции определен линейными насыщенными, линейными ненасыщенными, ветвящимися насыщенными и ветвящимися ненасыщенными С6-С11 кислотами, секретируемыми апокринными железами [1]. Компоненты запаха состоят из ненасыщенных 2-метил-С6 к С10 кислот и 4-этил-С5 к С11 кислот. Главным соединением, определяющим кожный запах, является (Е)-3-метил-2-гексановая кислота [14]. Известно, что короткой цепи жирные кислоты обладают высокой летучестью [1]. Отмечено, что широкое разнообразие ненасыщенных или гидролизированных кислот носителей запаха присутствует в секреции подмышечной впадины и все эти кислоты выпущены в форме непахнущего коньюгата глютамина [3], то есть в новой секреции подмышечной впадины кислоты ковалентно связаны с остатком глютамина [8].
Характерный подмышечный запах формируется действием микроорганизмов на поверхности кожи на предшественники запаха, которые происходят из апокриновых желез [1, 6]. На коже подмышечной впадины существуют различные штаммы микроорганизмов комменсалов, у которых идентифицированы ферменты, способные расщеплять продукты секреции апокриновых желез. Но чаще всего встречаются коринебактерии, у которых идентифицирована Nальфа-ацил-глютамин аминоацилаза [3]. Эта Zn2+-зависимая аминоацилаза является очень специфичной для остатка глютамина, но имеет низкую специфичность для ацильной части субстрата [8, 9]. Более 28 различных карболовых кислот были выпущены этой аминоацилазой от непахнущей секреции подмышечной впадины [9], то есть различные потенциальные Gln-содержащие структуры предшественники в поту могли бы быть расщеплены тем же самым ферментом [8]. Считается, что бактерии, представленные на подмышечной коже, адаптировали свои ферменты к секретированным субстратам [3]. То, что аминоацилаза является очень специфичной для остатка глютамина, а также то, что после расщепления коньюгата ацильный остаток становится высоколетучим носителем запаха, позволяет думать о том, что коринебактерии, возможно, используют освобожденный глютамин как важный субстрат энергии, как это делают, например, моноциты периферической крови [12].
Идентифицированы апокринной секреции запах-связанные белки 1 и 2 (ASOB1 и 2) [1]. ASOB2 разделяет иммунологически гомологичные эпитопы с человека серологическим белком аполипопротеином D (apoD) [1. 4], известным членом альфа2-микроглобулинов семейства белков носителей, известных как липокалины [1, 4, 13]. Но структура гликосилации серологического ароD отличается от подмышечного ароD, предполагая различные участки экспрессии для этих двух гликопротеидов, то есть синтез ароD является специфическим для апокриновых желез [1, 13]. N-терминал ASOB1 разделял гомологию с альфа-цепью серологического ароJ, однако иммунологически ASOB1 не был подобен ароJ [10], что, видимо, также означает специфическую продукцию ASOB1 в апокринных железах. Отмечено, что кислоты связаны с этими белками-носителями нековалентной связью [8], и на каждую молекулу белка может приходиться по две молекулы кислоты [13].
Так как кислоты ковалентно связаны с L-глютамином, а нековалентно – с ароD [8], а также то, что ковалентная связь более прочная и для ее создания необходим специфический фермент, позволяет думать о том, что коньюгат с глютамином формируется раньше, чем связь с ароD, и ароD является лишь внутриклеточным носителем этих коньюгатов к секреторным пузырькам.
В апокринных железах идентифицирован ген АВСС11, член семейства АТФ-связанных кассетных транспортеров (АВС), который кодирует мультилекарственной устойчивости белок (MRP)8 [2, 6]. MRP8 локализован на апикальной мембране и транспортирует субстраты от внутренней части за пределы клетки [7]. Считается, что этот транспортер может играть роль в выделительной функции подмышечной апокриновой железы [7] и иметь ключевую функцию в секреции носителей запаха и их предшественников [6]. MRP8 в состоянии транспортировать множество различных липофильных коньюгатов. Экспрессия MRP8 стимулирует АТФ-зависимое поглощение липофильных анионов, включая лейкотриен С4, стероидные сульфаты, глюкурониды, моноанионные желчные кислоты и моноглутаматы, такие как метотрексат, причем скорость транспорта метотрексата была намного больше, чем остальных. MRP8 – высокой производительности низко-аффинный транспортер метотрексата, но его активность резко падает к полиглутаматам [2]. По сути, коньюгаты глютамина можно рассматривать как моноглутаматы, что объясняет участие MRP8 в секреции предшественников запаха в подмышечной области.
Отмечено, что у людей встречается два типа ушной серы: влажный тип с коричневатой, липкой ушной серой, и сухой тип, характеризованный как перхоть или чешуйки наружного ушного канала, с нехваткой или уменьшенной серной секрецией. Влажный тип общераспространенный в группах европейского и африканского происхождения (~95% и ~100% соответственно), тогда как сухой тип часто замечен в восточных азиатских группах. Распространенность влажной ушной серы в Японии ~15%, в Корее ~5% и среди китайцев Хань ~10% [7].
Идентифицирован полиморфизм единственного нуклеотида (SNP) гена АВСС11, в результате продуцируется дефектный MRP8 белок, который быстро разрушается. Этот SNP гена АВСС11 определяет человеческий тип ушной серы [6, 7]. MRP8 локализован во внутриклеточных гранулах и больших вакуолях и на внутриполостной мембране секреторных клеток в железе ушной серы. При отсутствии MRP8 сухой тип ушной серы испытывает недостаток в жирных компонентах [11].
Идентифицирована ассоциация между подмышечным запахом и ушной серой влажного типа, то есть подмышечный осмидроз был настоятельно связан с влажным типом ушной серы [7]. Вышеописанный SNP гена ABCC11 приводит к почти полной потере типичных компонентов запаха в подмышечном поту, секреция аминокислотных коньюгатов, человек-специфических носителей запаха, отменена в гомозиготных носителях SNP [6].
Но если, как выше было сказано, транспортер MRP8 локализован на мембране, а при апокринной секреции секреторные материалы могут содержаться в пределах секреторных пузырьков, и освобождаются как цитоплазматические фрагменты в железистую полость [11], то можно думать о том, что эти транспортеры локализуются на мембране этих секреторных пузырьков и опосредуют поступление коньюгатов глютамина в эти пузырьки.
Но если при дефиците MRP8 носители запаха не поступают в подмышечную область, а секреторные материалы могли быть также растворены в цитоплазме [11], но не поступают в железистую полость, то можно предположить, что транспортер MRP8 способствует также и поступлению этих коньюгатов в секреторную клетку из циркуляции.
Как известно, распад коньюгатов глютамина и выпуск носителей запаха от предшественников является время-зависимым и, таким образом, новый пот, секретированный во время физической нагрузки, первоначально является непахнущим. Но при определенных условиях нервной напряженности (эмоциональный стресс) немедленно формируется заметный запах тела, который мог бы быть непосредственно секретирован без бактериального/ферментативного действия на секрецию подмышечной впадины [3, 7]. На основании вышеизложенных умозаключений можно предположить, что при эмоциональном стрессе в апокриновую железу поступают и затем секретируются неконьюгированные, то есть свободные жирные кислоты (FFAs).
Известно, что системные липидные изменения при стрессе включают повышение уровня плазменных FFAs [5]. Эти изменения приписываются повышенному уровню и глюкокортикоидов и катехоламинов. И те и другие способствуют липолизу. Но судя по скорости нарастания уровня FFAs это скорее результат действия катехоламинов, которые также стимулируют секрецию потовых желез.
FFAs являются высокоактивными соединениями, особенно короткоцепочечные водорастворимые кислоты (отмечено, что жирные кислоты – самый раздражающий компонент липидов поверхности кожи [5]). В крови существует, как известно, система связывания низкомолекулярных соединений, один из путей которой – образование коньюгатов с глютамином как аминокислотой с наиболее высокой концентрацией в крови. Реакция катализируется трансферазами, в результате получаются лучше растворимые и легко экскретируемые соединения (как выше было указано). Не исключено, что происходит также метилирование кислот.
Отмечено, что эмоциональный стресс сопровождается увеличением на поверхности кожи FFAs, причем увеличения общего сала не отмечено [5], что указывает на происхождение этих FFAs не из сальных желез.
Показано, что осмидроз наблюдается при ряде заболеваний, сопровождающихся аминоацидурией, при сахарном диабете, при некоторых заболеваниях ЦНС. Отмечено также, что при сахарном диабете вследствие увеличения липолиза повышается концентрация FFAs в плазме.
Все вместе позволяет думать о том, что при повышении уровня FFAs плазменная система коньюгирования не успевает дезактивировать эти кислоты, и они секретируются апокриновыми потовыми железами в неконьюгированном виде, генерируя неприятный подмышечный запах непосредственно в момент потоотделения.
Итак, стойкий неприятный подмышечный запах в момент потоотделения можно было бы расценивать как диагностический признак, указывающий на увеличение плазменного уровня свободных жирных кислот, особенно коротко- и среднецепочечных.
Остается последний вопрос – почему именно в подмышечной области сконцентрировано большое количество апокриновых потовых желез? Очевидно, потому, что в подмышечных областях расположены хорошо выраженные подкожные венозные сплетения. Хорошее кровоснабжение и замедленный ток крови создают благоприятные условия для диффузии носителей запаха в апокриновые железы. Это же можно было бы считать ответом на вопрос, почему в подмышечных областях растут волосы - по аналогии с подкожными венозными сплетениями на голове, локализация которых проецируется на область волосяного покрова (см. «О мелатонине») (также как и в области половых органов).
Л И Т Е Р А Т У Р А:
1. Akutsu T, Sekiguchi K, Ohmori T, Sakurada K. Chemical Senses 2006 31(6): 557-563
2. Chen Z-S, Guo Y, Belinsky MG, Kotova E, Kruh GD. Molecular Pharmacology 2005 Feb Vol. 67 no 2 545-557
3. Emter R, Natsch A. The Journal of Biological Chemistry 2008 July 25, 283, 20645-20652
4. Jacoby RB, Brahms JC, Ansari SA, Mattai J. International Journal of Cosmetic Science 2004, Vol 26, Issue 1, 37-46
5. Kraus SJ. Psychosomatic Medicine 1970 Sept-Oct Vol 32, No 5, 503-508
6. Martin A, Saathoff M, Kuhn F, Max H, Terstegen L, Natsch A. J Invest Dermatol. 2010 Feb; 130(2):529-40
7. Nakano M, Miwa N, Hirano A, Yoshiura K, Niikawa N. BMC Genet. 2009;10:42
8. Natsch A, Gfeller H, Gydax P, Schmid J, Acuna G. The Journal of Biological Chemistry 2003 Feb 21, 278, 5718-5727
9. Natsch A, Derrer S, Flachsmann F, Schmid J. Chemistry and Biodiversity 2006 Vol 3 Issue 1, 1-20
10. Spielman AI, Sunavala G, Harmony AK , Stuart WD, Leyden JJ, Turner G, Vowels BR, Lam WC, Yang S, Preti G. Arch Dermatol 1998;134:813-818
11. Toyoda Y, Sakurai A, Mitani Y, Nakashima M, Yoshiura K, Nakagawa H, Sakai Y, Ota I, Lezhava A, Hayashizaki Y, Niikawa N, Ischikawa T. The FASEB Journal 2009;23:2001-2013
12. Zellner M, Gerner C, Munk Eliasen M, Wurm S, Pollheimer J, Spittler A, Brostjan C, Roth E, Oehler R. Biochim Biophys Acta. 2003 Jul 14;1638(2):138-48
13. Zeng C, Spielman AI, Vowels BR, Leyden JJ, Biemann K, Preti G. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1996 June Vol 93 6626-6630
14. Zeng X-n, Leyden JJ, Lawley HJ, Sawano K, Nohara I, Preti G. Journal of Chemical Ecology 1991 Joule, Vol 17, No 7
