Дмитрий Марфунин
"О синдроме Шегрена"
Как известно, синдром Шегрена (SS) – это аутоиммунное поражение слюнных и слезных желез, проявляющееся ксеростомией и ксерофтальмией. Различают первичный SS, когда выявляется только сухость рта и глаз, и вторичный SS в сочетании с другими, как правило, аутоиммунными заболеваниями. SS – одна из самых общих аутоиммунных болезней, наряду с системной красной волчанкой (СКВ) и системным склерозом. SS поражает 0,5 – 3% населения и преобладает у женщин (9:1). SS диагностируют чаще в 50-летнем возрасте, хотя есть два пика: один после менархе, другой в менопаузе [16]. У половины пациентов SS развивается ревматоидный артрит и СКВ [11].
Первичный SS сопровождается системными симптомами – усталость, артрит, миозит, васкулит, пурпура, почечная, легочная и неврологическая вовлеченность [9, 11, 24]. У пациентов с первичным SS встречаются полициклические, фоточувствительные кожные поражения (кольцевая эритема), идентичные с подострой эритематозной волчанкой. У 1/3 больных наблюдаются бронхиолярные расстройства с более высокой частотой воздушной иммобилизации в нижних долях. Феномен Рейно самая общая сосудистая особенность при SS [24]. У больных с первичным SS описан почечный дистальный трубчатый ацидоз [29], а также гломерулонефрит [24].
Для SS характерна различной степени лимфоцитарная инфильтрация желез вплоть до образования герминативных центров. Но прямая ассоциация между степенью лимфоидной инфильтрации и экзокринной дисфункцией не всегда очевидна [14]. Степень сухости, кажется, не связана непосредственно с тяжестью поражения [2]. У мышей NOD (животной модели SS) гипосаливация не следует за возникновением фокальной лимфоидной инфильтрации и может быть объяснена исключительно деструкцией или заменой железистой ткани воспалительными клетками [14]. Цитокином-посредником и/или аутоантителом опосредованная железистой ткани деструкция может встречаться прежде, чем железистое повреждение гистологически очевидно [10]. У мышей NOD проявляется 2 варианта SS – инфильтрация воспалительных клеток присутствует в железе, но слюнная секреция остается неизменной, и гипосаливация имеет место без значительных изменений в гистопатологии [14]. Хотя в мышиной модели SS наблюдалась обширная инфильтрация лимфоплазмоцитоидными клетками слезных желез, эти железы содержали большое количество очевидно незатронутых ацинарных и протоковых клеток. Несмотря на это, слезная функция была ухудшена до такой степени, что развивался сухой кератоконъюнктивит [20]. Высказано предположение, что качественные изменения в иммунологических процессах, таких как экспрессия цитокинов и лимфоидная организация, а не количественные воспалительные изменения, изменяют слюнную секрецию [14]. Так, у мышей NOD мононуклеарная инфильтрация в слюнных железах встречается с 8 недельного возраста [14], а изменения в морфологии и распределении ключевых эффекторов экзоцитоза очевидны в 4 недели после рождения, что может указывать на то, что начало болезни встречается до лимфоцитарной инфильтрации [1].
Хотя апоптоз ацинарных и протоковых эпителиальных клеток слюнных и слезных желез был предложен как возможный механизм, ответственный за ухудшение секреторной функции [15], в дальнейшем было найдено, что апоптоз эпителиальных клеток в слюнных железах был редким случаем [6]. Лимфоциты, инфильтрирующие слюнные железы, также блокированы в их способности совершать апоптоз, несмотря на экспрессию индуктора апоптоза Fas [15] (далее этому будет объяснение). В «неапоптической» модели железистая атрофия следует за хронической иммуно-опосредованной ингибицией ацинарной секреторной функции, то есть атрофия – последствие гипофункции слюнной железы, а не причина ее [6]. Потеря паренхимы слюнных желез может встречаться даже в отсутствии воспалительных клеток [19].
Считается, что эпителиальные клетки слюнной железы являются активными участниками инициирования воспалительного процесса [25]. У некоторых клеток есть морфологическое проявление, которое подобно воспалительным клеткам, а не эпителиальным клеткам [19]. Предполагают, что первичный дефект, ответственный за инициирование SS, находится в эпителиальных клетках [15], то есть у SS есть эпителиальное начало [19]. Дезорганизация базальной пластинки ацинусов и протоков слюнных желез от пациентов SS была самым частым изменением. Целая слюна от пациентов SS обладала увеличенными уровнями матричной металлопротеиназы (ММР)-9. Экстракты слюнных желез от пациентов SS показывают высокую степень протеолитической активности к ламинину, типу IV коллагена и стромальным белкам. Ламинин и тип IV коллагена являются субстратами ММР-3 и ММР-9. Главным источником ММР-2, ММР-3 и ММР-9 при SS являются эпителиальные клетки слюнных желез, где высокая экспрессия ММР-3 и ММР-9 была найдена исключительно в ацинарных и протоковых клетках [19]. Все это показывает на локальное протеолитическое действие ацинарных и протоковых клеток на свою собственную базальную пластинку [19, 20]. Только действие цитокинов и хемокинов вместе со структурной дезорганизацией базальной пластинки разрешило бы миграцию и инвазию воспалительных клеток и их прямое взаимодействие с ацинарными и протоковыми клетками. Но простое разрушение базальной пластинки недостаточно, чтобы объяснить инфильтрацию в ацинусах и протоках при SS [19].
При SS обнаруживаются многочисленные аутоантитела. Пациенты SS и мыши NOD могут продуцировать анти-fodrin, анти-carbonic anhydrase II и антиядерные антитела, но ни одно из них не вызывает иммунную болезнь, а является лишь маркером патофизиологических изменений [21]. Самое общее и специфическое аутоантитело в SS направлено против рибонуклеопротеидной частицы Ro/La RNP [26]. SS-B/La – главная антигенная цель для аутоантител у больных SS [4]. Циркуляция анти-La/SSB антител является более специфичной для SS, так как они редко обнаруживаются при других аутоиммунных болезнях. Продуцирующие антитела плазматические клетки со специфичностью для Ro/SSA и La/SSB обнаружены среди инфильтрирующих лимфоцитов. Слюна пациентов с SS представляет высокие уровни анти-Ro/La антител. Антитела против La/SSB связаны со сверхрегуляцией La/SSB мРНК в биопсиях слюнных желез [26]. Транзиторная ассоциация SS-B/La с появляющимися РНК полимеразы III транскриптами в ядре клетки предполагает функциональную роль SS-B/La в РНК процессинге [4].
Слюнные железы SS содержат высокие уровни пост-транскрипционных модификаций аутоантигена La/SSB, в то время как нативная форма распознается слабо. La/SSB обнаружены в цитоплазме и на мембране эпителиальных клеток. Во время апоптоза La/SSB расщепляется в положении 374 и фрагмент 43 kDa, произведенный во время апоптоза, является главным эпитопом La/SSB–349-364аа. Ro/SSA, La/SSB и RPN аутоантигены сгруппированы в поверхностных апоптических пузырьках. Альфа-fodrin, белок цитоскелета, который формирует тетрамеры, связывающиеся с актином, кальмодулином и микротрубками, был характеризован как аутоантиген. Но антитела признают только продукт распада альфа-fodrin, а не интактную молекулу. Слюнные железы SS содержат пост-транскрипционно измененный актин, который становится иммуногенным в микросреде поврежденной ткани. Актин один из главных компонентов апоптических пузырьков и экзосом. Экзосомы – мембранные пузырьки эндосомального происхождения, которые представляют бесклеточный механизм для передачи антигена в классические антигенпредставляющие клетки, так же как для прямого представления антигена. Эпителиальные клетки слюнной железы выпускают экзосомы, которые содержат Ro/SSA, La/SSB и Sm аутоантигены. Этот механизм может представлять путь, посредством которого внутриклеточные аутоантигены представляются иммунной системе [26].
В эндотелиальных клетках биопсий слюнных желез больных SS обнаружены тубуло-ретикулярные структуры, коррелировавшие с тяжестью болезни [5]. Подобные микротрубчатые структуры были обнаружены у грудного младенца 6 недель возраста, с клиническим проявлением кольцевых эритем на лице и туловище, в эндотелиальных клетках эритемных областей. Мать младенца страдала анти-SS-A и анти-SS-B положительным SS. Микротрубчатые структуры наблюдались также в ее эндотелиальных клетках области слюнной железы. Младенец также был анти-SS-A и анти-SS-B положительным. В возрасте 7 месяцев кольцевая эритема спонтанно исчезла вместе с анти-SS-A и анти-SS-B антителами и микротрубчатыми структурами эндотелиальных клеток. Предположено, что у исчезнувших микротрубчатых структур может быть связь с анти-SS-A и анти-SS-B антителами [22].
Подобные микротрубчатые структуры определяются при СКВ. Ранее предположено, что эти структуры могут являться элементами механизма получения, обработки и передачи информации. В данном случае также можно думать о том, что описанный механизм является способом получения (с помощью аберрантного апоптоза), обработки и передачи информации лимфоидной тканью с целью изменения функции слюнных и слезных желез.
Стимулятор В лимфоцитов (BLyS; известный также как BAFF, TALL-1, THANK, zTNFS 13B) и бета2-микроглобулин были увеличены в сыворотке, слюне и синовиальной жидкости у больных SS [8, 9, 17]. Поверхности лимфоцитов и моноцитов особенно богаты бета2-микроглобулином [8]. Бета2-микроглобулин – инвариантная легкая цепь класса I главного комплекса гистосовместимости генов HLA-A, HLA-B и HLA-C. Он стабилизирует третичную структуру молекул МНС класса I альфа цепи и требуется для нагрузки пептидов и представления обработанных антигенов CD8+Т лимфоцитам [9]. В результате оборота HLA бета2-микроглобулин отделяется в своей свободной форме во внутритканевую жидкость [8]. Вышеизложенная картина свидетельствует об интенсивных процессах стимуляции В-лимфоцитов и обмена информацией.
Как уже упоминалось, у многих пациентов с гипосаливацией сохраняется большое количество нормально проявляющейся ацинарной ткани в их слюнных железах. Эта остаточная ткань функциональна in vitro, но со сниженной чувствительностью к мускариновой стимуляции. Отмечено, что многие пациенты SS могут стимулировать секрецию, используя системные средства, стимулирующие слюноотделение [6]. Слюнной поток без стимуляции у больных SS ниже, чем в контроле, но никакое различие не было найдено во время стимуляции [8]. Плотность и структура парасимпатической, симпатической и секреторной иннервации в невоспаленной ацинарной ткани в мышиной модели SS не отличалась от контроля [6, 12]. Как ни парадоксально, пациенты могут показать обильные слезы после эмоционального случая, указывая, что центральная корковая и лимбическая эфферентная передача импульсов к верхнему слезному ядру интактна, так же как парасимпатический путь от этого ядра к слезной железе [2]. Найдены симптомы автономной дисфункции у 1/3 исследованных больных, в то время как функциональное тестирование дало патологические результаты у 2/3 [12]. Активация нервов слезных желез, инфильтрированных плазмолимфоцитоидными клетками, не увеличивала выпуск ацетилхолина (ACh) [2]. Фактор некроза опухоли альфа и интерлейкин 1 ингибируют выпуск ACh нервными окончаниями. В мышах Igm null NOD с недостатком В лимфоцитов экзокринные железы функционировали, несмотря на инфильтрацию Т лимфоцитами, что показывает важность антител в индуцировании железистой дисфункции [12]. Автономные симптомы у больных SS, включая раздражительность мочевого пузыря, повышение тонуса зрачка, снижение капиллярной реакции на холинергическую стимуляцию и вариабельность частоты сердечных сокращений, все эти симптомы, так же как ксеростомия и ксерофтальмия, могут быть результатом блокады M3R антителами [6]. Найдены высокие уровни анти-M3AChR антител в сыворотке пациентов с первичным SS (60-100%) и вторичным SS (80%), но не в контроле [6, 12]. IgG SS ингибировали ACh-индуцированные [Ca2+]i реакции в мышиных подчелюстных ацинарных клетках и вызывали железистую дисфункцию, когда инфузировались в ранее здоровых животных [6]. Антитела действовали как антагонисты рецептора и продемонстрировали ингибицию автономных функций [12]. IL-4 гена нокаутным мышам NOD.IL4-/- не удавалось развить дисфункцию слюнной железы, несмотря на тяжелую лимфоцитарную инфильтрацию слюнных желез, сопровождавшуюся поддающимися обнаружению увеличениями экспрессии провоспалительных цитокинов – эти мыши были не в состоянии продуцировать M3R [21]. Также у пациентов с SS значительно увеличены уровни холинэстеразы в слюне, что обозначает увеличение уровня холинэстеразы в слюнных железах. Холинэстеразы присутствуют и в сыворотке и на поверхности лимфоцитов. Сделано предположение, что холинэстераза могла поступить в железу в пределах воспалительного инфильтрата [6]. Таким образом, на основании фактов складывается впечатление, что лимфоидная ткань стремится всеми возможными способами подавить функцию экзокринной секреции слюнных и слезных желез.
Гистопатологические особенности слюнных желез при SS включают, кроме замены ацинарной структуры лимфоидным инфильтратом, также возникновение различных изменений в протоковой структуре в пределах инфильтрированных областей, таких как метаплазия, гиперплазия вплоть до формирования эпимиоэпителиальных островков, являющихся результатом протоковой пролиферации [20]. Гиперплазия протокового эпителия считается общим обнаружением в слюнных железах от пациентов SS. Отмечено, что CD4+ и CD8+ клеток частота была более высокой в протоках [19].
Определен пролактин-индуцибельный протеин (PIP), который присутствует в умеренных количествах у человека в подчелюстных и подъязычных железах и на низких уровнях в околоушных железах [18]. Он идентичен макроскопического поликистоза жидкости протеину-15 (GCDFP-15), семенной плазмы актин связывающему белку (SABP) и экстрапаротидному гликопротеиду (EP-GP) [3]. У мышиного PIP отчетливая молекулярная масса 17 kDa, поэтому его еще называют gp17 [18]. PIP – продукт нормальных апокриновых желез подмышечной впадины, промежности, века и ушной раковины, бронхиальных подслизистых желез, семенного пузырька, слезных и слюнных желез [18], то есть экзокринных органов [7]. Клетки, синтезирующие PIP в человеческих слюнных железах, походят на продуцирующие PIP клетки крыс. PIP составил 1% общего белка в слюне. Экспрессия PIP увеличивается пролактином и стероидными гормонами, особенно дегидротестостероном. Эстрогены же уменьшают базальный уровень экспрессии PIP и ингибируют стимулирующие эффекты андрогена. Экспрессия PIP также увеличивается IL-1, IL-4 и IL-13 и уменьшается IL-6 [18]. PIP связывается с поверхностью бактериальных штаммов, колонизирующих оральный тракт, ушной канал и кожу [3], что предполагает его роль в слизистой оболочки иммунной защите [18]. PIP связывается со многими белками, включая фибриноген, актин, кератин, миозин, тропомиозин [18]. Также показано, что PIP связывается с Т-клеточным трансмембранным гликопротеидом CD4 с высокой аффинностью и действует как мощный ингибитор апоптоза Т клеток, индуцируемого CD4 перекрестной связью и последующей Т-клеточного рецептора (TCR) активацией, то есть он блокирует CD4-опосредованную Т-клеточную запрограммированную смерть в очень раннем шаге, используя CD4 как рецептор [3, 7, 18].
В связи с ограниченным количеством данных найдено всего лишь одно сообщение о динамике продукции PIP у пациентов SS. Показана его сниженная экспрессия среди различных секреторных слюнных белков у пациентов SS [13]. Но в этом же сообщении показано также снижение экспрессии лизоцима. Но в другом сообщении показано, что в слюне пациентов SS уровень лизоцима превышал здоровый контроль [17]. Можно думать о том, что уровень PIP в слюне пациентов SS также может варьировать.
Известно, что секреция воды ацинарными клетками слюнных желез обеспечивается специфическим белком аквапорином 5 (AQP5), являющимся водным каналом, фиксирующимся на апикальной мембране и увеличивающим водную проницаемость двойного липидного слоя 100-кратно [6]. Показано, что нормальные мыши экспрессировали 17 kDa белок, связывающийся с AQP5. У мышей NOD, являющихся моделью SS, отсутствовал этот белок, и AQP5 у них связывался с 21 kDa белком. Определено, что у нормальных мышей этим белком был PIP, а у мышей NOD – главный мочевой протеин 4 (MUP4). Обработка антисмысловыми PIP олигонуклеотидами уменьшала иммунное окрашивание AQP5 в апикальной мембране. Сделан вывод, что связь PIP с AQP5 заставляет AQP5 транспортироваться к апикальной мембране железы [23]. Можно думать о том, что отсутствие экспрессии PIP в мышах NOD могло быть причиной развития у них ксеростомии и ксерофтальмии, а также что именно это отсутствие могло инициировать лимфоидную инфильтрацию желез.
Отмечено, что пролактин (PRL) вновь синтезируется и повышенно продуцируется локально в ацинарных эпителиальных клетках слюнных желез пациентов SS, но не у здоровых субъектов [27, 28]. Положительная корреляция найдена между наличием PRL-подобных белков в ацинарных эпителиальных клетках пациентов SS и агрессивностью болезни и клиническими экстрагландулярными проявлениями. Рецептор пролактина (PRL-R) был распределен только в протоковых эпителиальных клетках. PRL и PRL-R иммунореактивность не была обнаружена в инфильтрирующих моноцитарных клетках [27]. Учитывая факты, что при SS наблюдается гиперплазия протокового эпителия, а также что CD4+ и CD8+ Т лимфоциты группируются в протоках, можно думать о том, что при SS происходит целенаправленная стимуляция лимфоидной тканью протокового эпителия с целью увеличения продукции PIP. Видимо, этим можно объяснить вышеотмеченное блокирование способности инфильтрирующих лимфоцитов совершать апоптоз.
Итак, на основании вышеизложенных фактов и умозаключений можно предположить, что PIP играет существенную роль в жизнедеятельности лимфоидной ткани, например, для поддержания популяции долгоживущих лимфоцитов. Можно также думать о том, что при снижении продукции PIP (при воздействии, например, эстрогенов, чем можно объяснить повышенную частоту поражения женщин) или при повышении потребности в нем (при некоторых аутоиммунных заболеваниях, чаще всего СКВ и ревматоидном артрите) или при сочетании этих причин лимфоидная ткань инициирует подавление экзокринной секреции и запуск механизма стимуляции продукции и секреции PIP. Важность этого процесса подчеркивается лимфоидной инфильтрацией желез вплоть до появления герминативных центров, то есть до развития третичных структур лимфоидной ткани, вплоть до лимфом.
ЛИТЕРАТУРА:
1. Alliende C, Kwon Y-J, Bruto M, Molina C, Aguilera S, Perez P, Quest AFG, Mandel U, Veerman E, Espinosa M, Clausen H, Leyton C, Pomo R, Gonzalez M-J. Annals of the Rheumatic Diseases 2008;67:1480-1487
2. Bijstervald OP van, Kruize AA, Bleys RLAW. Britisch Journal of Ophthalmology 2003;87:128-130
3. Caputo E, Carratore V, Ciullo M, Tiberio C, Mani J-C, Piatier-Tonneau D, Guardiola J. European Journal of Biochemistry 1999 Vol 265, Issue 2, Pag 664-670
4. Chan EK, Sullivan KF, Fox RI, Tan EM. J Autoimmun. 1989 Aug;2(4):321-7
5. Daniels TE, Sylvester RA, Silverman SJr, Polando V, Talal N. Arthritis Rheum, 1974 Sep-Oct;17(5):593-7
6. Dawson LJ, Fox PC, Smith PM. Rheumatology 2006 45(7):792-798
7. Gaubin M, Autiero M, Basmaciogullari S, Metivier D, Misehal Z, Culerrir R, Oudin A, Guardiola J, Piatier-Tonneau D. The Journal of Immunology, 1999,162:2631-2638
8. Geest SAP van der, Markusse HM, Swaak AJG. Annals of the Rheumatic Diseases 1993;52:461-463
9. Gottenberg J-E, Busson M, Cohen-Solal J, Lavie F, Abbed K, Kimberly RP, Sibilia J, Mariette X. Annals of the Rheumatic Diseases 2005;64:347-354
10. Hansen A, Lipsky PE , Dorner T. Arthritis Res Ther. 2007;9(4):218
11. Hayakawa I, Tedder TF, Zhuang Y. Immunology, 2007 Sept; 122(1):73-79
12. Hocevar A, Tomsic M, Praprotnik S, Hojnik M, Kveder T, Rozman B. Annals of the Rheumatic Diseases 2003;63:702-704
13. Hu S, Wang J, Meijer J, Ieong S, Xie Y, Yu T, Zhou H, Henry S, Vissink A, Pijpe J, Kallenberg C, Elashoff D, Loo JA, Wong DT. Arthritis and Rheumatism 2007 Vol 56, Issue 11, pag 3588-3600
14. Jonsson MV, Delaleu N, Brokstad KA, Berggreen E, Skarstein K. Arthritis and Rheumatism 2006 Vol 54, Issue 7, pag 2300-2305
15. Manganelli P, Fiett P. Semin Arthritis and Rheum. 2003 Aug;33(1):49-65
16. Margaix-Munoz M, Bagan JV, Poveda R, Jimenez Y, Sarrion G. Med Oral Cir Bucal. 2009 Jul 1;14(7):E325-30
17. Markusse HM, Otten HG, Vroom TM, Smeets TJ, Fokkens N, Breedveld FC. Clin Rheumatol. 1992 Dec;11(4):521-5
18. Mirels L, Hand AR , Branin HJ. Journal of Histochemistry and Cytochemistry, Vol 46, Sept 1998, 1061-1072
19. Molina C, Alliende C, Aguilera S, Kwon Y-J, Leyton L, Martinez B, Leyton C, Perez P, Gonzalez M-J. Annals of the Rheumatic Diseases 2006;65:178-183
20. Motegi K, Azuma M, Tamatani T, Ashida Y, Sato M. Laboratory Investigation (2005) 85, 342-353
21. Nguyen CQ, Gao J-h, Kim H, Saban DR, Cornelius JG, Peck AB. The Journal of Immunology 2007, 179, 382-390
22. Nitta Y, Ohashi M. J Dermatol. 1989 Feb; 16(1):54-8
23. Ohashi Y, Tsuzaka K, Takeuchi T, Sasaki Y, Tsubota K. Curr Eye Res. 2008 Aug; 33(8):621-9
24. Ramos-Casals M, Tzioufas AG, Font J. Annals of the Rheumatic Diseases 2005; 64: 347-354
25. Sekiguchi M, Iwasaki T, Kitano M, Kuno H, Hashimoto N, Kawahito Y, Azuma M, Hla T, Sano H. The Journal of Immunology 2008, 180, 1921-1928
26. Stea EA, Routsias JG, Samiotaki M, Panayotou G, Papalambros E, Moutsopoulos HM, Tzioufas AG. Clin Exp Immunol. 2007 January; 147(1):81-89
27. Steinfeld S, Rommes S, Francois C, Decaestecker C, Maho A, Appelboom T, Heizmann CW, Kiss R, Pochet R. Lab Invest. 2000 Feb; 80(2): 239-47
28. Steinfeld S, Maho A, Chaboteaux C, Daelemans P, Pochet R, Appelboom T, Kiss R. Lab Invest. 2000 Nov; 80(11):1711-20
29. Takemoto F, Katori H, Sawa N, Hoshino J, Suwabe T, Sogawa Y, Nomura K, Nakanishi S, Higa Y, Konbayashi H, Kosuga M, Sasaki M, Tomioka S, Yamashita M, Ubara Y, Yamada A, Takaichi K, Uchido S. Nephron Physiol. 2007; 106(4):p63-8
