Дмитрий Марфунин
"Об ихтиозах и атопическом дерматите"
Ихтиозы – гетерогенная группа нарушений ороговения, характеризуемых генерализованным шелушением кожи [30]. До настоящего времени идентифицировано более 25 генов, кодирующих широкий спектр эпидермальных белков (ферменты липидного метаболизма и поперечного соединения пептидов, протеазы и их ингибиторы, эпидермальные структурные белки и белки, вовлеченные в клеточную коммуникацию, передачу сигналов и генную трансдукцию), нарушение в любом из которых ведет к довольно стереотипной эпидермальной реакции с эпидермальной гиперплазией и формированием измененного рогового слоя, сопровождаясь патологической десквамацией с видимым накоплением чешуек – клиническим признаком всех ихтиозов [39]. Для того чтобы попытаться понять причины ихтиозных изменений эпидермиса, необходимо рассмотреть процессы, происходящие в нормальном эпидермисе.
Как известно, эпидермис состоит из нескольких слоев специфических клеток кератиноцитов. Пролиферируют лишь базальные кератиноциты, которые имеют контакт с базальной мембраной. Далее кератиноциты теряют способность пролиферировать, но запускается процесс их дифференцирования. Эпидермальное дифференцирование – динамический, вертикально направленный, векторный процесс, с последовательной экспрессией специфических для эпидермиса структурных белков супрабазальными кератиноцитами [14]. В нижних слоях – это кератины 5, 14, 15, в зернистом слое – кератины 1, 2 и 10, профилаггрин, далее в безъядерных клетках филаггрин 2, трихогиалин, трихогиалин 2, репетин, корнулин и гонерин [40], лорикрин и инволюкрин [38]. Часть из них находятся в цитозоли в виде промежуточных нитей, часть – в кератогиалиновых гранулах, из них профилаггрин является главным компонентом F -типа кератогиалиновых гранул, отличительного признака зернистого слоя [17].
Профилаггрин обнаружен в кератогиалиновых гранулах внешних ядерных слоев эпидермиса. Профилаггрин – большой, богатый гистидином, очень катионный фосфопротеин, состоящий из повторений филаггрина. Профилаггрин дефосфорилируется и протеолитически процессируется на мономеры филагрина во время ороговения. Филаггрин не требуется для агрегации кератина, но участвует в связи кератинов с ороговевающей оболочкой во время ороговения [39]. Связывая смежные нити кератина, процессированный филаггрин также становится элементом ороговевающей оболочки, по крайней мере, в нижнем роговом слое [22].
Выше компактного слоя филаггрин деиминируется и протеолизируется на его составляющие аминокислоты и другие малые молекулы, чьи гигроскопические свойства лежат в основе гидратации рогового слоя. Этот распад катализируется аспартат протеазой, активность которой увеличивается, когда уровень относительной влажности снижается менее 80%, что встречается обычно во внешнем роговом слое. Гидролиз филаггрина регулируется условиями внешней среды и увеличивается при состоянии засушливого стресса [39]. Распад филаггрина на гигроскопические свободные аминокислоты и их производные является главным компонентом естественного увлажняющего фактора, который производится в пределах рогового слоя и ответственный за поддержание гидратации кожи и водной задержки в пределах рогового слоя в условиях низкой экологической влажности. Показано, что протеолиз филаггрина немедленно начинается после рождения, после перехода от водной среды в матке к сухой послеродовой среде [38].
Все эти белки являются субстратами трансглютаминаз (TGase) – Са2+-зависимых поперечно-связывающих ферментов, которые катализируют реакцию ацильной передачи между карбоксамидной группой белок-связанного глютамина и различными первичными аминами, обычно аминогруппами остатков лизина, таким образом формируя N эпсилон-(гамма-глютамин)-лизин изопептидные соединения между белками, которые генерируют нерастворимые макромолекулярные белки [6, 27]. В эпидермисе экспрессируются, как правило, TGase 1, 3 и 5. TGase 5 обнаружена в верхних слоях эпидермиса по градиенту экспрессии от шиповидного до рогового слоя, в базальном слое на очень низких уровнях [6]. TGase 3 экспрессируется в финальной стадии зернистого слоя, когда целостность клетки теряется [6, 42, 43]. TGase 1 также ограничена зернистым слоем [35].
Поперечное соединение вышеуказанных белков формирует механически и химически устойчивую ороговевающую оболочку [14, 22, 27], предоставляемую корнеоцитом (кератиноцитом рогового слоя) поддержку, необходимую для супрамолекулярной организации богатого липидами внеклеточного матрикса [16]. Роговой слой является уникальной структурой, составленной из сетчатой структуры сглаженных, безъядерных, обогащенных белком корнеоцитов, залитой в богатом липидами внеклеточном матриксе [17, 27, 39].
Межклеточный матрикс представляет собой окружающие корнеоциты плоские пластинчатые листы, обогащенные церамидами, холестерином и свободными жирными кислотами (FFAs), очень гидрофобными липидами, которые вовлечены как важные определяющие факторы в функции барьера кожи и ингибирующие водную потерю [17, 31]. Эти липиды поставляются специфическими секреторными органеллами эпителиальных клеток пластинчатыми тельцами (LBs) [17].
LBs являются тубуловезикулярными секреторными органеллами, связанные с лизосомами и классифицируемые как новый класс секреторных лизосом. Они ветвятся как структуры, полученные из транс-Гольджи сети, и предполагают, что они могут быть с плазменной мембраной кератиноцита частью одной и той же непрерывной мембранной структуры [36]. LBs наиболее изобилуют в цитоплазме зернистых кератиноцитов и в наиболее удаленном слое зернистых клеток мигрируют к апикальной цитозоли, где соединяются с плазменной мембраной, выпуская свое содержимое во внеклеточные области поверхности раздела зернистого-рогового слоев непосредственно перед ороговением [22, 36]. LBs являются насыщенными пластинчатыми мембранами, которые после секреции преобразуются в «зрелые» пластинчатые мембранные структуры, заполняющие промежутки рогового слоя [16]. Эта органелла поставляет не только липидные предшественники (глюкозилцерамиды, сфингомиелин, фосфолипиды и сульфат холестерина), но также и ферменты (бета-гликоцереброзидаза, также известная как гликозилцерамидаза, кислая сфингомиелиназа, секреторная фосфолипаза А2 и стероидная сульфотаза), которые продуцируют церамиды и FFAs и делают верхние слои водонепроницаемыми, а также структурные белки как корнеодесмозин, протеазы (калликреин и катепсин), гликозидазы и протеазные ингибиторы, вовлеченные в контроль десквамации [15, 17, 22, 36, 43].
Изменения Са2+ в зернистом слое регулирует секреторную реакцию LBs. Потеря Са2+ от внешнего эпидермиса после острого разрушения барьера стимулирует секрецию пула LBs от ближайших клеток зернистого слоя. Секреция LBs и увеличенный синтез липидов представляют две ключевых метаболических реакции, которые приводят к восстановлению барьера [14, 36, 39].
Межклеточный матрикс рогового слоя содержит большое количество липидов, основными из них являются холестерин, церамиды и FFAs. Холестерин вновь синтезируется из сквалена в базальных слоях кератиноцитов. Затем в нижних слоях эпидермиса происходит сульфатирование его холестериновой сульфотрансферазой. Ретиноевая кислота ингибирует экспрессию сульфотрансферазы холестерина, а PPARальфа стимулирует ее. Получаемый сульфат холестерина, как окисленные стерины, является мощным ингибитором синтеза холестерина, таким образом оптимизируя собственный синтез. Сульфат холестерина распространяется через плазменную мембрану путем диффузии и в верхних слоях эпидермиса гидролизируется стероидной сульфатазой вновь до холестерина, снабжая им липидный барьер. Сульфат холестерина является также ингибитором сериновых протеаз, поэтому гидролиз его допускает деградацию корнеодесмосом, обеспечивая нормальную десквамацию [15, 16].
Стероидная сульфатаза (SSase) – микросомальный фермент, ответственный за гидролиз сульфатных сложных эфиров и сульфата холестерина и сульфатированных стероидных гормонов. Активность SSase низка в базальном и шиповидном слое, пик ее уровней в зернистом слое (в 10-20 раз выше) и сохраняется в роговом слое. SSase сконцентрирована в LBs и использует их секреторную систему, чтобы секретироваться в промежутки рогового слоя, где она участвует в регулировании гомеостаза барьера и десквамации [15].
В эпидермисе все секретируемые фосфолипиды обычно гидролизируются в большой пул жирных кислот, которые являются важным элементом внеклеточных пластинчатых бислоев в роговом слое [16]. В кератиноцитах также обнаружена фосфатидилхолин-сфингомиелин трансацилаза, которая вовлечена в перестройку жирнокислотного профиля сфингомиелина для более позднего использования в церамидах рогового слоя [33].
Третьим главным липидом межклеточного матрикса рогового слоя являются церамиды. Церамиды – структурно гетерогенная и сложная группа сфинголипидов, содержащих дериваты базового сфингозина в амидной связи с множеством жирных кислот [11]. Церамид – центральный липид в метаболизме сфинголипидов и продуцируется синтезом de novo конденсацией серина и пальмитоил-СоА ферментом серин-пальмитоил-СоА трансферазой или гидролизом сфингомиелина (SM) через действие сфингомиелин-специфической формы фосфолипазы С, сфингомиелиназы [7, 26].
Липиды межклеточных областей рогового слоя составлены приблизительно из эквомолярных концентраций свободных жирных кислот, холестерина и церамидов [11]. Церамиды – главные элементы межклеточных липидов и составляют 50% внеклеточных пластинчатых липидов в роговом слое [16, 31]. Мономолекулярный слой церамидов ковалентно присоединен на внешнюю поверхность ороговевающей оболочки, формируя гидрофобную липидную оболочку, которая покрывает каждый корнеоцит и предоставляет непрерывность липидному матриксу [27].
Бета-глюкоцереброзидаза (известная, как гликозилцерамидаза) генерирует 9 разновидностей церамидов рогового слоя из гликозилцерамидов, а кислая сфингомиелиназа генерирует только 2 церамида из сфингомиелина [16]. Как выше было сказано, и ферменты и их субстраты поставляются в промежутки рогового слоя с помощью секреции LBs. Поперечное соединение омега-гидроксицерамидов с ороговевающей оболочкой осуществляет TGase 1 [30], в частности, с инволюкрином [42]. Также отмечается, что церамид-основанные мембранные бислои промежутков рогового слоя, как и их фосфолипид-основанные копии, показали способность включать неполярные триацилглицериды [16].
Распад липидов в межклеточном пространстве и потеря остаточных десмосомных связей приводит к десквамации – клеточной потере мертвых корнеоцитов от рогового слоя. Показана причастность различных эпидермальных протеаз в прогрессивной деградации десмосомных белков десмокеллина-1, десмоглеина-1, пакоглобина и корнеодесмозина [43], что регулируется протеазными ингибиторами и рН [39]. Роль в десквамации была продемонстрирована для двух ключевых специфичных для эпидермиса сериновых протеаз (рогового слоя хемотрипсиновый фермент (SCCE), в настоящее время известный как калликреин 7 (KLK7), и рогового слоя трипсиновый фермент (SCTE), в настоящее время известный как калликреин 5 (KLK5)), которые деградируют белки корнеодесмосом [15, 16, 43]. KLK7 и KLK5 высоко экспрессированы в зернистом слое и поставляются в межклеточное пространство рогового слоя секрецией LBs. Сериновых протеаз ингибитор LEKTI также локализуется в LBs, но поставляется отдельно от KLK 7 и KLK 5 во внеклеточное пространство поверхностного зернистого слоя [43]. Сериновые протеазы являются самыми активными в нейтральном к щелочному рН [43], тогда как активность их ограничена кислым рН нормального рогового слоя [15].
В эпидермисе также экспрессируются цистеиновые протеазы катепсин V (CTSV), катепсин L (CTSL) и легумен, которые участвуют в процессинге некоторых ферментов и десквамации. Ингибитором этих протеаз служит также обнаруживаемый в эпидермисе цистатин М/Е, который ингибирует их активность и контролирует процессинг TGase 3 [8] и десквамацию [42]. Цистатин М/Е и CTSV со-локализуются в LBs зернистого слоя, однако эти белки локализованы отдельно и отдельно транспортируются в LBs во внеклеточное пространство рогового слоя, где цистатин М/Е обнаруживается связанным с корнеодесмосомами и с CTSV . Активность цистеиновых протеаз высока в кислом рН. Поскольку кислый рН доминирует во внешних слоях рогового слоя, активность CTSV выполняет значительную функцию в процессе десквамации в противоположность сериновым протеазам, которые действуют в нейтральном рН нижних слоев рогового слоя [43]. В результате протеазы/антипротеазы, поставленные LBs, аккуратно переваривают корнеодесмосомы, позволяя потерю корнеоцитов [17].
В эпидермисе кальций действует как второй посредник, регулируя кератиноцита клеточную пролиферацию и дифференцирование [5]. Эпидермис млекопитающих обычно показывает отличительный градиент кальция, с низкими уровнями в базальном/шиповидном слое и высокими уровнями в зернистом слое. Функция барьера, уровни кальция и дифференцирование кератиноцита изменяются параллельно. Высокие уровни кальция, представленные в покоящемся эпидермисе, ограничивают секрецию LBs низкими процентами, что, однако, достаточно, чтобы поддерживать гомеостаз барьера в базальном (обслуживание) состоянии [14]. Кальций в значительной степени исключен из межклеточного пространства нормального рогового слоя. Увеличение кальция в промежутках рогового слоя способствует задержке корнеоцитов, увеличивая межпластинчатое сцепление и стабилизируя соединения между противостоящими корнеодесмосомами [15]. При длительной экспозиции низкой или высокой влажностью уровни кальция увеличивались и уменьшались соответственно. Когда кератиноциты подвергались обработке высоким кальцием, большинство структурных белков корнеоцита увеличивалось транскрипционально и посттранскрипционально [14].
Стимул кальция опосредуется кальций-связывающими белками, которые соединяют изменения внутриклеточного и внеклеточного кальция с функцией клетки. Эти белки включают рецептор кальция, кальмодулин, тропонин С, парвальбумин и S100 белки. S100 белки играют важную роль в дифференцировании кератиноцита. Эти белки – кальцием активируемые сигнальные белки, которые взаимодействуют с целевыми белками, модулируя биологические процессы. Белки S1007, S100A10 и S100A11 присутствуют в базальном и шиповидном слое в нормальном эпидермисе, появляясь в ядре и цитоплазме в базальных клетках, и связаны с плазменной мембраной в шиповидных клетках. S1007 формирует комплекс с эпидермальным жирные кислоты связывающим белком (EFABP), движется в плазменную мембрану в обработанных кальцием культивируемых кератиноцитах и может изменять липидный метаболизм и дифференцирование клетки. Эти белки также служат субстратами TGase и это действие представляет формирование S100 белки-содержащих комплексов [5].
В эпидермисе также экспрессируются гены семейства EDC (комплекса эпидермального дифференцирования), которые кодируют так называемые «слияния» (“fused”) S100 белки, которые содержат кальций-связывающие руки типа S100. К этим белкам относятся уже упоминавшиеся филаггрин, филаггрин 2, трихогиалин, трихогиалин 2, репетин, корнулин и гордерин. У филаггрина N-терминал S100-подобной кальций-связывающей области поступает в ядро, где у него может быть роль в регулировании терминального дифференцирования [40].
Таким образом, функционирование эпидермиса представляет собой динамический, строго синхронизированный процесс, при котором масса кератиноцитов движется наружу, проходя стадии дифференцирования, созревания, формирования эпидермального барьера, а затем десквамации и потери верхних слоев роговых клеток. Можно отметить, что белки и липиды этих клеток теряются безвозвратно. Сбой в каком либо из перечисленных процессов приводит к нарушению функционирования эпидермиса и фенотипически чаще всего проявляется ихтиозиформным изменением кожи.
Вульгарный ихтиоз (ichthyosis vulgaris (IV)) самое частое нарушение ороговения [39]. IV составляет до 95% всех форм наследственных ихтиозов, его распространенность в популяции 1:250 [1]. С несущей частотой 4% IV одно из самых частых генетических нарушений [40]. В младенчестве пациенты имеют нормальную кожу и болезнь проявляется в течение первого года, обычно после 3-го месяца жизни, иногда позже [1, 39, 40]. По одним данным, с возрастом состояние улучшается [1], по другим – ухудшается [39]. Клиническая картина может быть различной – от малозаметных форм до выраженных изменений, вызывающих косметический дефект [1]. Для IV характерна четкая сезонность, ухудшение наступает в зимний период под влиянием сухого, холодного воздуха и состояние улучшается летом в теплой влажной среде [1, 40].
Гистологическая особенность IV – снижение или отсутствие зернистого слоя с недостаточностью кератогиалиновых гранул, что коррелирует с уменьшением или отсутствием профилаггрина или филаггрина [28, 39, 40]. Снижение и анормальность кератогиалиновых гранул при IV наблюдается и в неповрежденной коже [18]. Гистологически для IV характерен гиперкератоз [40]. Но при IV показана нормальная пролиферация эпидермальных клеток, а гиперкератоз был расценен как задержка отторжения роговых клеток в результате повышения адгезивности рогового слоя [1]. Десквамация является функцией рогового слоя, которая прежде всего поражена при IV [39].
Считается, что причиной IV являются мутации гена филаггрина, приводящие к недостаточности или отсутствию продукции этого балка. При IV есть эффект дозы, когда гетерозиготные пациенты показывают умеренный или никакой фенотип, а гомозиготные или сложные гетерозиготные генотипы показывают полный фенотип ихтиоза [39]. Но также показано, что у 6 из 21 пациента с IV не обнаружены мутации гена филаггрина, хотя у двух из них снижение экспрессии филаггрина было, как предполагают, результатом, указывающим на существование дополнительных модификаторов и, возможно, что другие белки ороговевающей оболочки имели скрытые мутации [21]. Сниженный уровень филаггрина, как предполагают, следовал из-за измененной клеточной судьбы в эпидермисе [40]. У 25-50% пациентов с диагнозом IV гистологически зернистый слой был нормальным [21].
Промежуточные нити кератина нормальны при IV [39]. При IV экспрессия TGase 3 не изменена, а TGase 5 явно повышено продуцируется [6]. Была отмечена патология функции барьера проницаемости у пациентов IV [17]. Клетки Лангерганса при IV присутствовали в нормальных количествах, нормальной морфологии и в обычном средне-эпидермальном положении [19].
У пациентов с врожденным ихтиозом обнаружен дефицит 25-(О)D, у части пациентов обнаружен увеличенный паратгормон и остеопороз [25]. Показана ассоциация ихтиоза с глютеновой болезнью с высокими уровнями паратгормона (при нормальном сывороточном кальции) и остеопорозом. После диеты без клейковины и репрессии вторичного гиперпаратиреоза кожные симптомы разрешились. Сообщают также о случае ихтиоза с семейным гиперпаратиреозом [28]. Показана также ассоциация IV с гипотиреозом, остеопорозом и дефицитом соматотропина [34].
IV связан с сопутствующими атопическим дерматитом (АD) и астмой до 50% пациентов [1, 17, 21]. Отмечается, что трудно дифференцировать между умеренным IV и ксерозом, сопровождающим АD [39].
Все вышеизложенное позволяет думать о том, что патология барьера проницаемости и обострение под влиянием сухого воздуха подразумевают повышенную водную потерю. Повышенную адгезивность, задержку десквамации и гиперкератоз можно расценить как компенсаторную реакцию на эту потерю, что также может объяснить повышенную экспрессию TGase. О снижении содержания филаггрина в коже при IV можно судить по уменьшению способности таких корнеоцитов впитывать воду при воздействии высокой влажности или купании [39], что может быть объяснено снижением уровня гигроскопичных компонентов естественного увлажняющего фактора рогового слоя и быть причиной повышенной водной потери. Это может объяснить проявление IV у субъектов, имеющих мутации в гене филаггрина. Но эти мутации, видимо, можно считать лишь способствующими проявлению фенотипа ихтиоза, но не причиной его. Обнаруживаемый дефицит 25-(О)D вместе с патологией барьера проницаемости позволяют предполагать снижение содержания липидов в эпидермисе при IV, что также может быть подтверждено высокой ассоциацией с АD (см. ниже).
Мутация в гене TGase 1 приводит к пластинчатому ихтиозу или небуллезной врожденной ихтиозиформной эритродерме (LI или NCIE) [6, 16, 30]. Главный отличительный признак пластинчатых LI фенотипов – патологическая ороговевающая оболочка, приписываемая дефициту трансглютаминазы [16]. Но у 50-60% LI пациентов есть нормальная активность TGase, предполагая, что ген TGase 1 не вовлечен в патогенез. У этих пациентов экспрессия TGase 5 увеличена независимо от вовлечения TGase 1, также увеличена экспрессия и TGase 3, что способствует гиперкератотическому фенотипу, возможно, как компенсаторный механизм [6]. TGase -негативный LI и лорикриновая кератодерма представляют нарушения, в которых первичный фермент и его основной субстрат, соответственно, оба вовлеченные в формирование корнеоцита, поражены [16].
При NCIE (при которой ороговевающая оболочка нормальна) отмечается расстройство в LBs во внеклеточных пластинчатых мембранах рогового слоя. Число LBs увеличено, но они мелкие и показывают аномальную внутреннюю организацию (фрагментированные липидные чешуйки), уменьшение триацилглицеридов и FFA [16]
Мутации гена АВСА12, гена АВС семейства липидных транспортеров, транспортирующих гликозилцерамиды от комплекса Гольджи в эпидермальные LBs, приводит к ихтиозу Арлекина (HI) [16, 30, 36]. HI показывает 1) отсутствие или недостаточность LBs, 2) практически отсутствующие структуры внеклеточных мембран и 3) массивный гиперкератоз рогового слоя [22]. Ороговевающая липидная оболочка, структура, которая происходит из слияния LBs с плазменной мембраной, нормальная при HI, однако внеклеточные пространства рогового слоя в значительной степени лишены пластинчатых мембран [16]. Кроме снижения передачи липидов LBs, наблюдается аномальная поставка ферментов во внеклеточные пространства рогового слоя [36]. В результате чрезмерная водная потеря при HI чрезвычайно высокая, что сопровождается компенсаторной интенсивной гиперпластической реакцией [16].
Мутации в гене стероидной сульфатазы (SSase) ответственны за рецессивный Х-сцепленный ихтиоз (RXLI) [15, 30]. При RXLI содержание холестерина в роговом слое уменьшено на 50% [16], что приводит к изменению структуры и функции пластинчатых мембран [39]. Увеличенное количество сульфата холестерина ингибирует эпидермальные сериновые протеазы (калликреины), что ведет к сохраненным корнеодесмосомам и уменьшенной десквамации корнеоцитов [30] и проявляется гиперкератозом [15]. При RXLI нижний слой рогового слоя демонстрирует обильный кальций во внеклеточных областях вдоль внешних поверхностей противостоящих корнеодесмосом [15, 16].
Мутации потери функции в гене ингибитора сериновой протеазы Kazal типа 5 (SPINK5), кодирующего лимфо-эпителиальный Kazal типа трипсиновый ингибитор (LEKTI), приводят к развитию синдрома Netherton (NTS), аутосомного рецессивного врожденного ихтиоза с эпидермальной гиперплазией и сниженной функцией эпидермального барьера [12, 17, 35]. Дефект ингибирующего регулирования LEKTI ведет к увеличенной протеазной активности в роговом слое и неограниченной деградации корнеодесмосом-составляющих белков и липид-процессирующих ферментов и, как результат, сверхдесквамации корнеоцитов [17, 42]. При NTS активность TGase 1 присутствовала всюду по супрабазальному эпидермису, тогда как в нормальной коже она ограничена зернистым слоем [35], видимо, в ответ на сверхдесквамацию. NTS с гиперфункцией сериновых протеаз представляет противоположный полюс RXLI со снижением активности сериновых протеаз [30]. С NTS часто связаны задержка роста, АD и астма [35].
Доминантная Х-сцепленная хондродисплазия тип 2 (CDPX2) (синдром Conradi - Hunermann) и врожденная гемидисплазия с ихтиозиформной эритродермией и дефектами конечностей (CHILD синдром) вызваны мутациями в генах ферментов постскваленового биосинтетического пути холестерина, при которых происходит накопление дистальных стериновых предшественников (7-дегидрохолестерина/зимостерина), что приводит к дефицитным по холестерину пластинчатым мембранам и ихтиозному фенотипу [16].
Мутации в гене жирной альдегиддегидрогеназы приводит к наследуемому кожному нарушению – синдрому Sjogren - Larsson – аутосомному рецессивному ихтиозу, связанному с накоплением свободных и этерофицированных длинноцепочечных алифатических спиртов, при котором наблюдается аномальное содержимое LBs и внеклеточные пластинчатые бислои показывают структурные расстройства [10, 20].
Мутации в гене липидной гидролазы (ABHD5) или CGI-58 (сравнительная генная идентификация-58) (члена семейства белков альфа/бета-гидролаз) препятствуют и гидролизу триацилглицерола и рециркуляции нейтральных липидов к фосфолипидам и вызывает нейтральных липидов накопления болезнь (NLSD) или синдром Chanarin - Dorfman, который характеризуется накоплением цитозольных триацилглицеридов [16, 20, 30]. Выпущенные ацилглицеролы не могут использоваться для синтеза фосфолипидов, поэтому наблюдается снижение некоторых главных фосфолипидов и сфингомиелинов, что проявляется, в том числе, и ихтиозом [20, 23].
Мутации в гене бета-глюкоцереброзидазы, отщепляющей остаток глюкозы от церамидов, могут вызвать болезнь Gaucher , которая характеризуется уменьшением церамидов и избытком глюкозилцерамидов и может проявиться симптомами ихтиоза [16]. В результате глюкоцерамиды накапливаются в клетках, что приводит иногда к рождению младенцев коллодия [30].
Дефект кислой сфингомиелиназы, которая генерирует 2 церамида рогового слоя, и уменьшение ее активности является причиной болезни Niemann-Pick, которая иногда проявляется ихтиозиформными изменениями кожи [16, 31].
Кроме врожденных, существуют также приобретенные ихтиозы. У приобретенного ихтиоза может быть множество причин, включая неопластические, инфекционные, эндокринные, аутоиммунные заболевания, а также связь с метаболическими состояниями, приемом медикаментов, состоянием нарушения всасывания, недоеданием и понижающими холестерин препаратами. Сообщено об ассоциации с нарушениями кишки – болезнью Крона, проктоколитом, выключением толстой кишки, частичной гастрэктомией, глютеновой болезнью, а также вызванном гиперпаратиреозом. Приобретенный ихтиоз часто показывает особенность IV, но для IV характерны дефекты кератогиалиновых гранул, а для приобретенного ихтиоза показательно отсутствие изменений матрикса и гранул [28].
Вышеперечисленные факты позволяют думать о том, что из всех разнообразных причин можно выделить объединяющие их нарушения эпидермального барьера. Дефект барьера неизменно связан с эпидермальной гиперплазией [39]. Генные мутации не всегда коррелируют и объясняют наблюдаемые фенотипы. Многие ихтиозы связаны с наследственными нарушениями метаболизма липидов. Нарушения одного только липидного метаболизма могут изменить внеклеточный матрикс достаточно, чтобы вызвать ихтиозные нарушения. Предложена гипотеза: любое расстройство липидного метаболизма может вызвать ихтиозиформный фенотип [16]. Это согласуется с упомянутой выше связью приобретенного ихтиоза с нарушениями всасывания, заболеваниями кишечника, недоеданием и понижающими холестерин препаратами.
Как выше было упомянуто, IV связан с АD до 50% случаев, и у 8% пациентов с АD есть классические особенности IV [21]. АD связан с астмой в 30% случаев [2, 38]. АD поражает до 20% детей в развитом мире и 1-3% взрослых [3, 38]. Сухая кожа – фенотипический признак АD, а не ихтиоза, и гистологически отсутствующий зернистый слой при АD не показывает отдельно сопутствующего ихтиоза [18]. Так же как и IV, АD улучшается летом и обостряется зимой [2]. Длительная экспозиция в среде со сниженной влажностью, как встречается в обогреваемых источником тепла домах в умеренном климате с течение зимы, является известным фактором риска для АD. В этих условиях чрезкожная водная потеря ускорялась бы через дефектный роговой слой [17]. Течение АD ухудшается после воздействия на кожу раздражающих веществ и воды [2].
При АD наблюдаются те же мутации филаггрина, что и при IV, но при АD они преобладающе гетерозиготные [39]. Показана сильная ассоциация между мутациями в филаггрине и АD (до 60%), особенно у северных европейцев [17]. Комплексная АD генетика не может быть полностью объяснена через исследования патологии филаггрина [41]. Является очень гипотетичным, что дефицит филаггрина вызывает расстройства барьера проницаемости. Как потеря филаггрина (внутриклеточный белок) смогла вызвать расстройства барьера проницаемости (почти всегда внеклеточный дефект) не ясно, но предполагают, что непроцессированный профилаггрин мог влиять на секрецию LBs. Самый непосредственный результат дефицита филаггрина при АD – уменьшенная гидратация рогового слоя (через аминокислоты), приводя к более крутому водному градиенту через роговой слой, который, вероятно, ведет к увеличенной чрезкожной водной потере. Так как протеолиз филаггрина регулируется изменениями внешней влажности, пролонгированное сокращение относительной влажности могло исчерпать остаточный филаггрин у филаггрин-дефицитных пациентов [17].
При АD отмечается расстройство эпидермального барьера. Заметные липидные расстройства составляют основу нарушения барьера при АD [17]. Снижение функции барьера все более замечено как фактор предрасположения для развития АD, а не как следствие [33]. При АD клинически невовлеченные участки кожи также показывают расстройства барьера [17].
При АD отмечается уменьшенная экспрессия антипротеазного цистатина М/Е и катепсина V [8]. Увеличение активности сериновой протеазы ускоряло деградацию корнеодесмосом и липиды процессирующих ферментов, ведя к отказу генерировать церамиды, характерное липидное расстройство при АD. Повышенная активность сериновых протеаз вызывает расстройство, вероятно, несвязанным механизмом, то есть сигналом плазминогена активатора тип 2 рецептора (PAR2), который, в свою очередь, осуществляет подавление секреции LBs, погребая эти органеллы в корнеоцитах [17]. При АD отмечена дефектная поставка содержимого LBs, приводящая к значительному увеличению их объема в зоне перехода между зернистым и роговым слоем [36]. При АD также уменьшены уровни кальция во внешнем эпидермисе [14].
Количество общих липидов рогового слоя последовательно уменьшено у AD пациентов [33], состав липидов в патологически измененной коже характеризован сниженными уровнями церамида и измененным профилем церамидов [9].
В нормальных кератиноцитах существует фосфатидилхолин(РС)-сфингомиелин(SM) трансацилаза, которая вовлечена в перестройку жирнокислотного профиля SM для более позднего использования в церамидах рогового слоя. Ни один из AD пациентов не показал поддающуюся обнаружению активность PC-SM трансацилазы и не обнаружена передача жирных кислот от РС к SM, которая обнаруживалась в нормальной коже. AD может быть связан с нехваткой PC-SM трансацилазы активности. Но потери активности трансацилазы еще не достаточно для развития AD, но, с другой стороны, содержание некоторой активности трансацилазы не защищает от AD [33].
При AD в дефицит церамидов вовлечен сфинголипиды метаболизирующий фермент сфингомиелина(SM)глюкозилцерамида(GCer) деацилаза, которая гидролизирует SM или GCer на ацильном участке, выдавая их лизоформы сфингозилфосфорилхолин (SPC) или глюкозилсфингозин (GS) и жирную кислоту вместо формирования церамида и фосфорилхолина сфингомиелиназой (SMase), приводя к дефициту церамида в коже при AD [24, 31]. Активность SM-GCer деацилазы высоко экспрессирована в роговом слое AD пациентов и в вовлеченном и в невовлеченном слое, достигая 9-кратного увеличения [9, 24, 31]. И в поврежденном и в неповрежденном роговом слое пациентов с AD было значительное увеличение содержания SPC, чем у контроля. Были взаимные отношения между увеличениями SPC и уменьшениями уровней церамида рогового слоя пациентов AD. Увеличение SPC отсутствует при хронической экземе, что предполагает, что увеличение SPC при AD не следует из-за обычного воспаления, а связано с особенностью измененного метаболизма липидов. Измененный липидный метаболизм, связанный с гидролизом SM, не обязательно составляет все уменьшение в церамидах, обнаруживаемое в роговом слое AD [31]. При AD в эпидермисе обнаруживается увеличение активности церамидазы [9].
Таким образом, можно думать о том, что если при IV и других видах ихтиозов нарушение эпидермального барьера (и, соответственно, увеличение чрезкожной водной потери) происходит вследствие снижения общего уровня липидов, обеспечивающих этот барьер, то при AD наблюдается целенаправленное снижение лишь одного из них, а именно церамида.
Церамид, внутриклеточный липидный медиатор, вовлечен в различные клеточные реакции, действуя как автономный внутриклеточный эффектор в регуляции клеточного цикла, дифференцировки, старения и апоптоза, а также, изменяя мембранные свойства, способствует блоку и взаимодействиям различных сигнальных молекул трансдукции [10]. Церамид преобразовывает сигналы, опосредуя дифференцировку, рост, остановку роста, апоптоз, биосинтез цитокинов и их секрецию [4, 26, 32, 37]. Церамид – важный второй посредник в различных реакциях стресса и мехнизмах роста, и фосфорилирование церамида гидролизом сфингомиелина или de novo синтезом встречается в ответ на многие индукторы роста, такие как ФНОальфа, гамма-интерферон, 1альфа,25-дегидровитамин D3, интерлейкин 1 (IL-1), UV свет, высокая температура, химиотерапевтические средства, Fas антиген и фактор роста нервов (NGF) [7].
Церамид как структурно простая молекула способна быть посредником очень многих различных, иногда парадоксальных физиологических реакций от пролиферации клетки и дифференцировки до торможения роста и апоптоза. Специфичность клеточных реакций на церамид зависит от факторов, включающих природу стимула, ко-стимулирующие сигналы и тип вовлеченной клетки. Церамид-опосредованные сигнальные события были идентифицированы во многих клетках, включая иммунную систему, и являются неотъемлемой частью оптимального функционирования иммунной системы [4]. Гликозилцерамиды могут служить межклеточной сигнальной молекулой для CD1d-экспрессирующих антигенпредставляющих клеток, позволяя им общаться с иммунорегуляторными NK Т клетками [29]. Производное церамида церамид-1-фосфат (С1Р) опосредует Т-клеточные реакции через представление своих и чужих липидов, гликолипидов, липопептидов Т-клеточным рецепторам [13]. Церамид и С1Р регулируют функции иммунных клеток, включая реактивность тучных клеток, приминг нейтрофилов и макрофагов, хемотаксис и выживание многих типов иммунных клеток [7].
При AD наблюдается следующая картина периферической крови: повышение содержания IgE, эозинофилия, увеличение субпопуляции CD25+ моноцитов и лимфоцитов с фенотипом Th2 (продуцирующих IL-4, IL-5), понижение уровня CD8+ лимфоцитов с фенотипом Th1 (продуцирующих интерферон-гамма), активированное состояние макрофагов, повышенное содержание растворимых молекул S-IL2, Е-селектина, VCAM-1, ICAM-1. На всех стадиях AD, не исключая период внешнего благополучия, Т-клеточная инфильтрация и экспрессия цитокинов 2 типа IL-4/ IL-13 сохраняется [2]. Показаны ключевые роли, играемые регуляцией Th1/Th2 клеток, продукцией IgE, гиперфункцией тучных клеток и дендритных клеток в патогенезе AD [17]. Развитие AD во многом зависит от изменения фенотипа клеток Лангерганса и появлении у них способности представлять антигены CD4+ Т клеткам непосредственно в коже [2].
Как уже упоминалось, при AD резко повышено содержание IgE. Сыворотка пациентов с AD содержит IgE, специфический для своих белков, поддерживая гипотезу аутореактивности как патогенного фактора. Серологический IgE каждого пациента был направлен против индивидуального, очень разнообразного спектра белков. Идентифицированы цитоплазматические и с клеточной мембраной связанные части как цели для аутореактивных антител IgE. У определенных пациентов картина окрашивания была подчеркнута на участках клеточного контакта [3]. При хроническом AD определяется повышенное содержание клеток Лангерганса и на них присутствуют рецепторы для IgE (в норме отсутствуют) [2]. IgE связывался с поверхностью кератиноцитов и облегчал формирование контакта с клетками Лангерганса. Узнавание структур на кератиноцитах серологическим IgE могло привести к пертурбации и функциональной модуляции кератиноцита [3]. Связь AD с иммунной системой может быть подтверждена случаями возникновения AD после пересадки костного мозга от пациентов с атопической предрасположенностью и у больных с тяжелым дефектом Т-клеточного иммунитета [2].
Эпидермис можно рассматривать лишь как ткань-мишень, а процессы, приводящие к потере непрерывности липидного барьера и процессы, направленные на компенсацию этой потери, хотя и связанные друг с другом, можно рассматривать как результаты влияния различных сил, источники которых, можно думать, находятся вне эпидермиса.
Таким образом, сочетание при AD вышеописанной картины целенаправленной активации иммунной системы со значимостью церамидов для функционирования лимфоидной ткани позволяют предположить определенную связь между этими фактами. Лимфоидная ткань все же достаточно высокоорганизованна и автономна, чтобы иметь возможность воздействовать на эпидермис, преследуя определенные цели, в данном случае – снижение продукции церамидов. Если это так, то должна быть сила, стремящаяся противодействовать этому или же компенсировать потерю проницаемости.
Как известно, при некоторых видах ихтиозов (синдром Chanarin-Dorfman, NCIE, LI) базальная трансэпидермальная водная потеря (transepidermal water loss (TEWL)) может увеличиться 3-кратно по сравнению с контролем [16]. Считается, что TEWL или неощутимая перспирация в норме составляет около 20% термопродукции основного обмена. На испарение 1 г воды затрачивается 0,58 ккал. Если принять основной обмен равным 1600-1700 ккал/сутки, то нормальная перспирация будет составлять 550-590 г/сутки. Можно думать о том, что и при AD с нарушением эпидермального барьера TEWL будет повышена. Даже менее чем 3-кратное увеличение TEWL можно считать достаточно значимым, чтобы вызвать реакцию организма, и, в частности, нервной системы, направленную на снижение этой потери.
Наряду с иммунологическими нарушениями, при AD наблюдается сочетание вегетативно-сосудистых и нейроэндокринных нарушений [2] (прежнее название AD – нейродермит). Для AD характерно увеличение содержания кининогенов и уменьшение норадреналина в крови, прирост количества ацетилхолина в сыворотке и в коже. AD может быть индуцирован различными факторами на фоне блокады бета-адренергических рецепторов [2]. Ранее было предположено (см. «О мелатонине», а также «О 7-дегидрохолестерине»), что пролиферация кератиноцитов контролируется нервной и иммунной системами и при снижении контроля с той или другой стороны пролиферация увеличивается. В частности, при снижении уровня катехоламинов (адреналина) пролиферация кератиноцитов увеличивается, что может объяснить гиперкератоз при AD. Отмечено, что пролонгированный психологический стресс является известным усилителем AD и причиной резистентности к терапии. Предполагается, что при этом увеличиваются эндогенные глюкокортикоиды, которые ингибируют синтез ключевых эпидермальных липидов [17]. Можно предположить, что истощение катехоламинов при хроническом стрессе также может быть причиной обострения AD.
Показана ассоциация IV с высоким уровнем паратгормона и остеопорозом [25, 28]. Паратгормон, как известно, повышает уровень Са2+. При AD повышение уровня паратгормона не отмечено, но отмечено уменьшение уровня Са2+ в верхних слоях эпидермиса (см. выше). А при IV изменений уровня Са2+ в эпидермисе не показано, но отмечена задержка отторжения роговых клеток (что обычно является следствием повышения уровня Са2+ в промежутках рогового слоя), а пролиферация эпидермальных клеток была нормальная. Все это позволяет думать о том, что реакция на изменение проницаемости эпидермального барьера при AD и при IV различна.
Отмечена высокая частота сочетания IV и AD с астмой (до 2/3 пациентов). Ранее было предположено, что определенная часть случаев бронхиальной астмы может быть следствием снижения синтеза фосфолипидов в организме (см. "О бронхиальной астме"). Также известно, что половые стероиды стимулируют синтез фосфолипидов. Можно предположить, что снижение уровня половых гормонов в организме женщины во время менструации может вызвать снижение уровня фосфолипидов и быть причиной отмечаемого обострения AD в этот период [2].
Итак, все вышеизложенное позволяет думать о том, что манифестация и AD и ихтиоза определяется реакцией организма на увеличение чрезкожной водной потери, обусловленной нарушением липидного эпидермального барьера. Но если при ихтиозе это нарушение предположительно вызвано системным снижением уровня липидов, в частности, фосфолипидов, то при AD можно думать о том, что это результат целевого подавления иммунной системой синтеза церамида в эпидермисе.
ЛИТЕРАТУРА:
1. Александрова АК, Смольянникова ВА, Суколин ГИ. Вестник дерматологии и венерологии 2007; 2; 13-17
2. Атопический дерматит под ред. ЮВ Сергеева М 2002
3. Altrichter S, Kriehuber E, Moser J, Valenta R, Kopp T, Stingl G. Journal of Investigative Dermatology 2008, 128, 2232-2239
4. Ballou LR, Laulederkind SJ, Rosloniec EF, Radhow R. Biochim Biophis Acta 1996 Jun 11; 1301(3): 273-87
5. Broome A-M, Ryan D, Eckert RL. Journal of Histochemistry and Cytochemistry 2003 Vol 51, 675-685
6. Candi E, Oddi S, Paradisi A, Terrinoni A, Ranalli M, Teofoli P, Citro G, Scarpato S, Puddu P, Melino G. Journal of Investigative Dermatology 2002, 119, 670-677
7. Chalfant C, Spiegel S. Journal of Cell Science 2005, 118, 4605-4612
8. Cheng T, Tjabringa GS, van Vlijmen-Willams IM, Hitomi K, van Erp PE, Schalkwijk J, Zeenwen PL. Br J Dermatol 2009 Aug; 161(2): 253-64
9. Choi MJ, Maibach HI. Am J Clin Dermatol 2005;6(4):215-23
10. Claus RA, Dorer MJ, Bunck AC, Deigner HP. Curr Med Chem 2009;16(16):1978-2000
11. Coderch L, Lopez O, de la Maza A , Parra JL. Am J Clin Dermatol. 2003;4(2):107-29
12. DiGiovanna JJ, Robinson-Bostom L. Am J Clin Dermatol 2003;4(2):81-95
13, Douglass W, Masakazu F, Wong C-H. Bioorg Med Chem 2008 Feb; 16(3):1073-1083
14. Elias PM, Ahn SK, Denda M, Brown BE, Crumrine D, Kimutai LK, Komuves L, Lee SH, Feingold KR. Journal of Investigative Dermatology 2002, 119, 1128-1136
15. Elias PM, Crumrine D, Rassner U, Hachem J-P, Menon GK, Man W, Hoi Wun Choy M, Leypoldt L, Feingold KR, Williams ML. Journal of Investigative Dermatology 2004, 122, 314-319
16. Elias PM, Williams ML, Holleran WM, Jiang YJ, Schmuth M. Journal of Lipid Research 2008 April, Vol 49, 697-714
17. Elias PM, Schmuth M. Curr Opin Allergy Clin Immunol 2009 Oct;9(5):437-446
18. Fartasch M, Diepgen TL, Hornstein OP. Dermatologica 1989; 178(4):202-5
19. Ford GP, Friedmann PS, Ross J. Br J Dermatol 1983 Sep; 109(3):309-11
20. Ghosh A, Ramakrishnan G, Chandramohan C, Rajasekharan R. The Journal of Biological Chemistry 2008 Sept 5, 283, 24525-24533
21. Gruber R, Janecke AR, Fauth C, Utermann G, Fritsch PO, Schmuth M. European Journal of Human Genetics 2007, 15, 179-184
22. Hara-Chikuma M, Takeda J, Tarutani M, Uchida Y, Holleran WM, Endo Y, Elias PM, Inoue S. Journal of Investigative Dermatology 2004, 123, 464-469
23. Igal RA, Coleman RA. The Journal of Biological Chemistry 1996 Jul 12, 271, 16644-16651
24. Imokawa G. J Dermatol Sci. 2009 Jul; 55(1):1-9
25. Ingen-Housz-Oro S, Boudou P, Bergot C, Ibrahim F, Souberbielle JC, Dubertret L, Blanchet-Bardon C. J Eur Acad Dermatol Venereol 2006 Sep; 20(8):947-52
26. Kolesnick R, Fuks Z. J Exp Med 1995 Vol 181, 1949-1952
27. List K, Szabo R, Wertz PW, Segre J, Haudenschild CC, Kim S-Y, Bugge TH. JCB 2003 Nov 24, Vol 163 4901-910
28. Menni S, Boccardi D, Brusasco A. European Journal of Dermatology 2000 July-August Vol 10, No5, 398-9
29. Moody DB, Besra GS. Immunology 2001 Nov; 104(3): 243-251
30. Oji V, Traupe H. European Journal of Dermatology 2006 Jul-Aug Vol 16 No 4, 349-59
31. Okamoto R, Arikawa J, Ishibashi M, Kawashima M, Takagi Y, Imokawa G. Journal of Lipid Research 2003 Jan, Vol 44, 93-102
32. Panjarian S, Kozhaya L, Arayssi S, Yahia M, Bielawski J, Bielawska A, Usta J, Hannun YA, Obeid LM, Dbaibo GS. Prostaglandins Other Lipid Mediat 2008 Jun; 86(1-4):41-8
33. Peiser M, Zuberbier T, Wanner R. Journal of Investigative Dermatology 2007, 127, 973-975
34. Pichler R, Stelzer C, Berg J, Holzinger C, Eckl KM, Hennies HC, Aubock J. Arch Dermatol Res 2005 Jun; 296(12):585-7
35. Raghunath M, Tontsidou L, Oji V, Aufenvenn K, Schurmeyer-Horst F, Jayakumar A, Stander H, Smolle J, Clayman GL, Traupe H. Journal of Investigative Dermatology 2004, 123, 474-483
36. Raymond A-A, de Peredo AG, Stella A, Ishida-Yamamoto A, Bouyssie D, Serre G, Monsarrat B, Simon M. Molecular and Cellular Proteomics 2008 Nov 1, 7, 2151-2175
37. Ruvolo PP. Pharmacol Res 2003 May; 47(5):383-92
38. Sandilands A, Sutherland C, Irvine AD, McLean WHI. Journal of Cell Science 2009, 122, 1285-1294
39. Schmuth M, Gruber R, Elias PM, Williams ML. Adv Dermatol 2007; 23:231-256
40. Segre JA. Journal of Investigative Dermatology 2006, 119, 1128-1136
41. Wu Z, Hansmann B, Meyer-Hoffert U, Glaser R, Schroder J-M. PLoS ONE 2009; 4(4): e5227
42. Zeenwen PLJM, van Vlijmen-Willems IMJJ, Olthuis D, Johansen HT, Hitomi K, Hara-Nishimura I, Powers JC, James KE, op den Camp HJ, Lemmens R, Schalkwijk J. Human Molecular Genetics 2004 Vol 13 No 10 1069-1079
43. Zeenwen PLJM, Ishida-Yamamoto A, van Vlijmen-Willems JMJJ, Cheng T, Bergers M, Iizuka H, Schalkwijk J. Journal of Investigative Dermatology 2007, 127, 120-128
